Los plátanos pertenecen al género Musa y representan al cuarto cultivo más importante en el mundo, ya que sólo lo superan el arroz, trigo y maíz (Jones, 2000) y es el frutal tropical más importante por su consumo internacional. Estas especies se cultivan en más de 120 países, las cuales producen cerca de 100 millones de toneladas anualmente (Heslop-Harrison y Schwarzacher, 2007), los cuales constituyen el principal alimento de al menos 400 millones de personas ya que cuenta con un gran contenido de carbohidratos, vitaminas y minerales. Los países de América Latina son los principales exportadores de fruta fresca hacia los Estados Unidos y Europa.

Según Martínez (2018), el departamento de Rivas posee las mejores condiciones agroclimáticas para la siembra y el establecimiento de explotaciones plataneras bajo riego gracias a las características edáficas y la abundancia del recurso agua subterránea. Rivas tiene la mayor cantidad de áreas sembradas de musáceas del país y en la zona el plátano es un rubro de alta relevancia agrícola, especialmente en la zona de Ometepe, Belén, Potosí, San Jorge, Buenos Aires y Tola donde existen más de 10 000 manzanas en producción.

Estudios realizados por (MIFIC, 2009) asegura que el plátano es un cultivo potencialmente de alta rentabilidad, con aceptables índices de producción y calidad, representa un rubro alternativo de exportación en la región, principalmente para el mercado Centroamericano como El Salvador y Honduras donde es utilizado como materia prima y fruta fresca, con precios atractivos el cual lo ubica como un cultivo de alta estabilidad mercantil. Sin embargo, desde algún tiempo atrás, la seguridad que el cultivo proporciona a los pequeños, medianos y grandes productores, se ha visto amenazada por un conjunto de plagas que afectan a la planta y sus frutos (Jiménez–Martínez y Rodríguez, 2014). Las enfermedades foliares, tallo y fruto (Mycosphaerella fijiensis, Erwinia sp y Verticillium sp), son el principal problema fitopatológico del cultivo del banano y el plátano en América, Asia y África (Carlier et al., 2000). El objetivo de esta investigación es determinar la incidencia y severidad de enfermedades en plátano, que ayuden en la toma de decisiones y el manejo del cultivo. Esta investigación sirve como base para fortalecer conocimientos científicos y brinda información que puede ser considerada para el diseño de estrategias de manejo integrado de cultivo que sean eficientes y sostenibles.

MATERIALES Y MÉTODOS

Ubicación de las parcelas experimentales

El estudio se llevó a cabo entre enero a septiembre del 2014, en seis fincas plataneras del departamento de Rivas, estas fincas son propiedades de los productores Familia Pérez dueños de las fincas El espíritu, La Granja, y El Trapiche, el productor Nackxil Zúñiga es el dueño de la finca Valentina), el productor Marlon Aguilar posee la finca San Alberto y el señor Rony Alvarado dueño de la finca La Zopilota.

Descripción y ubicación

En todas las fincas utilizadas en este estudio producen la variedad cuerno enano con sistema de riego y aplicaciones sistemáticas de insumos, este sistema de siembra es utilizado por los pequeños productores de plátano de la zona. Los meses de siembra se extienden de abril a junio, pero con más frecuencia es el mes de agosto por efectos de lluvia y el periodo de corte se realiza todo el año debido a que la siembra se realiza con selección de semillas por bloques, la cosecha generalmente se da a los nueve meses. El grado de maduración de los frutos es bastante visual, se considera cosechar cuando se tiene el 75 % de llenado de racimos con más de 30 dedos. La maduración del fruto hasta la cosecha está determinada por las exigencias del mercado.

Fincas de la Familia Pérez ubicadas, dos en el Municipio de Potosí y una en Belén, con poblaciones que oscilan entre 1 800 y 2 000 plantas por manzanas, obteniéndose rendimientos entre las 50 000 y 60 000 unidades por manzanas.

Finca Valentina. Ubicada en el Municipio de Potosí, con poblaciones que oscilan entre 1 600 y 1 800 plantas por manzanas, obteniéndose rendimientos entre las 48 000 y 54 000 unidades por manzanas. Se considera cosechar cuando tienen un tamaño de fruto de 8 a 9 pulgadas de calibre.

Finca San Alberto. Ubicada en el Municipio de Buenos Aires, con poblaciones que oscilan entre 1 600 y 1 800 plantas por manzanas, obteniéndose rendimientos entre las 48 000 y 54 000 unidades por manzanas. Se considera cosechar cuando tienen un tamaño de fruto de 7.5 a 10 pulgadas de calibre.

Finca La Zopilota. Ubicada en el Municipio de Buenos Aires, con poblaciones que oscilan entre 1 600 y 1800 plantas por manzanas, obteniéndose rendimientos entre las 48 000 y 54 000 unidades por manzanas. Se considera cosechar cuando tienen un tamaño de fruto de 7.5 a 9 pulgadas de calibre.

Metodología para el registro de Sigatoka y colecta de muestras

El monitoreo de sigatoka, se realizó quincenalmente, este se hizo colectando partes de la planta (hojas) con signos y síntomas de enfermedades, se utilizó un formato de registro de la cantidad de hojas dañadas encontradas en cada sitio de muestro/día/parcela, luego depositadas dentro de un termo con hielo para el transporte del campo a los laboratorios de fitopatología del IPSA en Rivas y de la UNA en Managua.

Evaluación de Sigatoka

Incidencia. Para determinar el porcentaje de incidencia de enfermedades se utilizó la siguiente fórmula:

Severidad. Con el fin de facilitar la realización de este estudio, se utilizó una escala para medir el nivel de daño foliar en plátano. Esta escala consistió en la estimación visual del porcentaje afectado de hojas para obtener el grado porcentual de severidad se utilizó la fórmula general planteada por Vanderplank (1968).

Donde:

S = Porcentaje de severidad.

∑i = Sumatoria de valores observados.

N = Número de plantas muestreadas.

Vmax = Valor máximo de la escala.

Cuadro 1.
Escala de severidad de Micosphaerella fijiensis (sigatoka)
Fouré (1982)

Cálculo del área bajo la curva de progreso de la enfermedad (ABCPE) para sigatoka

Con los registros de severidad por finca se calculó el área bajo la curva de progreso de la enfermedad (ABCPE) para Sigatoka negra. La fórmula utilizada fue la propuesta por (Shaner y Finney, 1977).

Donde:

xi = Porcentaje de tejido afectado

t = Tiempo (días)

n = número de evaluaciones

Identificación y descripción de Micosphaerella fijiensis (Sigatoka negra) en laboratorio

Análisis patológico de material vegetativo. Previo a la identificación y descripción se realizó el análisis patológico del material vegetativo, se utilizaron técnicas de inducción de crecimiento de hongos, a partir de tejido vegetal enfermo posteriormente se sembró en medios de cultivos como: Agar-Agua (AA) y Papa Dextrosa Agar (PDA para inducir la esporulación de estructuras reproductivas del patógeno.

Cámara húmeda. Las muestras de tejido vegetal enfermo (hojas) se colocaron en platos petri o cajas plásticas con papel filtro, humedecido con agua destilada estéril para inducir a la esporulación de estructuras fructíferas de los hongos y su posterior identificación mediante el uso de microscopio.

Siembra de trozos de hojas con estructuras fructíferas y tejido infectado en AA y PDA. Se tomaron hojas con síntomas, posteriormente se realizaron pequeños cortes en la hoja de manera que solo quedara en la lesión la estructura, luego se dejó reposar en agua destilada estéril por un minuto, se secó con papel filtro y se dejó reposar por 30 segundos, finalmente se sembró en platos petri con Agar-Agua (AA). El fin es el de inducir el desarrollo y crecimiento de estructuras de reproducción, tanto de fase sexual como asexual. Para la siembra de trozos de hojas con tejido infectado en medio de cultivo papa dextrosa agar (PDA), las muestras fueron primeramente desinfectadas en alcohol al 95 % por 1 minuto, luego se sembraron en platos Petri con PDA; estos platos petri se rotularon de la siguiente manera: nombre del cultivo, fecha de muestreo y nombre de la parcela, los platos se preservaron a temperaturas de 25-30 grados centígrados. Se revisaban diariamente con el propósito de observar estructuras reproductivas.

Identificación de Micosphaerella fijiensis. El género de hongo encontrado fue identificado utilizando claves taxonómicas. Las características morfológicas o de crecimiento se observaron en microscopio (Monterrosa, 1996).

Metodología para el registro de Erwinia sp. El muestreo de Erwinia, se realizó quincenalmente, colectando partes de la planta (pseudotallo) con signos y síntomas de enfermedades, se utilizó un formato de registro de la cantidad de hojas dañadas encontradas en cada sitio de muestro/día/parcela, luego depositadas dentro de un termo con hielo para el transporte del campo a los laboratorios de fitopatología del IPSA en Rivas y de la UNA en Managua.

Evaluación de Erwinia sp.

Incidencia. Para determinar el porcentaje de incidencia de enfermedades se utilizó la siguiente fórmula:

Identificación y descripción de Erwinia sp. En laboratorio. Para el procesamiento de las muestras en el laboratorio de bacteriología se realizó de la siguiente manera según Fernández, García y Valdezate (2010).

Lavado con agua de grifo introduciendo el material en una bolsa plástica, agitándose suavemente y realizando varios lavados en forma de enjuague hasta que la muestra se observó completamente limpia.

Se seleccionaron áreas de tejido enfermo y se seccionaron con bisturí, cuando se obtuvieron los trozos convenientes para el montaje de las muestras se procedió a desinfectar el material seccionado utilizando hipoclorito de sodio (NaClo) al 5%, con tiempos que van de uno a tres minutos, una vez desinfectada la muestra y previo a la siembra se colocó papel filtro estéril para secar el agua.

La siembra de las muestras se efectuó de la siguiente manera:

Se colocaron los trozos desinfectados (aproximadamente 5 trozos de 2 cm de largo por plato petri) en el medio de cultivo, se maceró la muestra y se rayó en medio de cultivo.

Medio de cultivo

Parte I. K₂PO₄ (1gm), Peptona de caseína (8 gm), extracto e levadura (3gm), NaCl (4gm), agua destilada (900 ml), pH=7.0

Parte II. Agua destilada (100 ml), Glucosa (3 gm).

Preparación

Se homogenizan los ingredientes de la parte I y se le toma el pH, una vez que el pH está en el valor requerido (7.0), se procede a licuar el agar incorporado en la parte I del medio; en un baño maría a una temperatura aproximada a 121 0C por 15 minutos en autoclave. Las dos partes se mezclan cuando el medio tiene una temperatura aproximada 60 0C. Luego se vierte en platos petri estériles, estos sustratos se realizaron de acuerdo a (Mairena, 2003).

Test de Flujo

Se utilizó como prueba rápida, en el caso de bacterias vasculares (pseudotallo). Un trozo del tallo atacado por la bacteria vascular es cortado y se colocó suspendido en un vaso de agua. En este caso Erwinia fluye (se descarga) hacia al agua. Se observa a simple vista.

Identificación de Erwinia sp

Se valoraron parámetros: Morfología y aspecto de las colonias (masa constituida por bacterias que es visible a simple vista en la superficie de los medios sólidos de colora café a marrón), capacidad de crecer a una determinada temperatura, crecimiento en medios selectivos diferenciales y movilidad, la bacteria encontrada fue identificada en el laboratorio, las características morfológicas fueron observadas bajo el microscopio, cuyas características visuales se asociaron al género Erwinia. Una vez transcurridas 24 y 48 h de desarrollo, se comenzó corroborando a todos la pureza del cultivo, su morfología macroscópica y microscópica mediante tinción de Gram (Schaad, 1994).

Metodología para la identificación de Verticillium sp. (Punta de cigarro)

El monitoreo de Punta de cigarro, se realizó quincenalmente, este se hizo colectando partes de la planta (frutos) con signos y síntomas de enfermedades, se utilizó un formato de registro de la cantidad de frutos dañados encontradas en cada sitio de muestro/día/parcela, luego depositadas dentro de un termo con hielo para el transporte del campo a los laboratorios de fitopatología del IPSA en Rivas y de la UNA en Managua.

Evaluación de punta de cigarro

Para determinar el porcentaje de incidencia de enfermedades se utilizó fórmula:

Identificación y descripción de Punta de cigarro en laboratorio

Análisis patológico de material vegetativo. Para realizar el análisis patológico del material vegetativo, se utilizaron técnicas de inducción de crecimiento de hongos, a partir de tejido vegetal enfermo posteriormente se sembró en medios de cultivos: Agar-Agua (AA) y Papa Dextrosa Agar (PDA para inducir la esporulación de estructuras reproductivas del patógeno.

Cámara húmeda. Las muestras de tejido vegetal enfermo (frutos) se colocaron en platos petri o cajas plásticas con papel filtro, humedecido con agua destilada estéril para inducir a la esporulación de estructuras fructíferas de los hongos y su posterior identificación mediante el uso de microscopio.

Siembra de trozos de frutos con estructuras fructíferas y tejido infectado en AA y PDA. Primeramente se tomaron frutos con síntomas, se realizaron pequeños cortes en el fruto de manera que solo quedara en la lesión la estructura, luego se dejó reposar en agua destilada estéril por un minuto, se secó con papel filtro y se dejó reposar por 30 segundos, finalmente se sembró en platos petri con Agar-Agua (AA). Este procedimiento es el de inducir el desarrollo y crecimiento de estructuras de reproducción, tanto de fase sexual como. Para la siembra de trozos de hojas con tejido infectado en medio de cultivo papa dextrosa agar (PDA), las muestras fueron primeramente desinfectadas en alcohol al 95 %por 1 minuto, posteriormente se sembraron en platos Petri con PDA; estos platos petri se rotularon de la siguiente manera: nombre del cultivo, fecha de muestreo y nombre de la parcela. Finalmente, los platos se preservaron a temperaturas de 25-30 grados centígrados. Estos platos se revisaban diariamente con el propósito de observar estructuras reproductivas.

Identificación de punta de cigarro. El género de hongo encontrado fue identificado utilizando claves taxonómicas propuestas por (Monterrosa, 1996). Las características morfológicas o de crecimiento se observaron en microscopio.

Para el procesamiento de las muestras en el laboratorio de micología se realizó de la siguiente manera: Se lavó con agua de chorro introduciendo el material en una bolsa plástica, agitándose y realizando varios lavados en forma de enjuague hasta que la muestra se observó completamente limpia.

Se seleccionaron áreas de tejido enfermo y se seccionaron con bisturí, cuando se obtuvieron los trozos convenientes para el montaje de las muestras se procedió a desinfectar el material seccionado utilizando hipoclorito de sodio (NaClo) al 5%, con tiempos que van de uno a tres minutos, una vez desinfectada la muestra y previo a la siembra se colocó papel filtro estéril para secar el agua.

La siembra de las muestras se efectuó de la siguiente manera: Se colocaron los trozos desinfectados (aproximadamente 5 trozos por pato petri) en el medio de cultivo, se maceró la muestra y se rayó en medio de cultivo PDA.

Variables evaluadas

Porcentaje de severidad de daño de Mycosphaerella fijiensis

Área bajo la curva de progreso de la enfermedad de Mycosphaerella fijiensis

Porcentaje de incidencia de daño de Erwinia sp.

Porcentaje de incidencia de daño de Verticillium sp.

Análisis estadístico de los datos

Después de colectados los datos, estas fueron arregladas por variables en una tabla de datos en EXCELL, luego cada variable fue comparada entre fincas, efectuando un análisis de varianza, utilizando el programa de SAS (SAS, 2003). El nivel de significancia usado en el análisis fue de (p = 0.05).

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Comparación del porcentaje de severidad de Sigatoka

Se presentó entre enero a septiembre 2014 (Figura 1). En general se observa que la severidad de este agente causal reflejó un comportamiento similar en las seis fincas, se presentó en todos los meses de muestreo, sin embargo, los mayores porcentajes de severidad se presentó entre agosto y septiembre con porcentaje de 60% y 67 % respectivamente.

Pérez et al. (2000) determinaron que los mayores valores de severidad de sigatoka acumuladas fueron obtenidos en los meses de lluvia con porcentajes entre 36.3% y 59.8 %.

Al realizar el análisis de varianza y separación de medias para comparar los promedios de severidad se Sigatoka Negra, no se encontró diferencias significativas (p= 0.1044). Cuando el daño por Sigatoka es severo, solamente la primera hoja abierta o la que está enrollada está libre de síntomas. Las pecas iniciales de la enfermedad aparecen en la segunda y tercera hoja, las rayas en las hojas número tres, cuatro y cinco; rayas y manchas a partir de la sexta hoja en adelante. El principal daño de la enfermedad en las plantas es la reducción de la capacidad fotosintética de las hojas, este daño provoca debilitamiento y disminución en rendimiento. Una planta debe tener por lo menos 7 a 8 hojas funcionales a la floración, para impedir pérdidas en la calidad de la fruta y garantizar buenos rendimientos (Palencia et al., 2006).

Figura 1.
Porcentaje de severidad de Sigatoka Negra.

Comparación del área bajo la curva del progreso de la enfermedad (ABCPE) de sigatoka

Se comparó el área bajo la curva de progreso de sigatoka negra en plátano, en seis fincas plataneras del departamento de Rivas, de Enero a Septiembre 2014 se presenta en la (Figura 2). La mayor área bajo la curva se presentó en la finca La Zopilota, seguido de San Alberto y La Granja, esto significa mayor oportunidad o mejores condiciones de la enfermedad para que progrese una epifítia mucho más rápido en estas fincas que en las otras, en cambio la menor área bajo la curva se presentó en la finca El Espíritu, El Trapiche y La Valentina.

Cuéllar et al. (2011), en su investigación sobre evaluación de resistencia de genotipos de plátano y banano a la sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis Morelet.), realizada en Colombia, encontraron que el ABCPE se comporta de manera similar que en este estudio. A la vez Carlier, et al. (2000), en su estudio sobre mancha foliar por Septoria del banano: una enfermedad recientemente descubierta causada por Mycosphaerella eumusae Crous & X. Mourichon (Anamorph Septoria eumusae) en Tailandia, coinciden que el comportamiento del ABCPE asciende en condiciones de humedad relativa, al igual que esta investigación.

Al realizar el análisis de varianza y separación de medias para comparar los promedios de ABCPE de Sigatoka Negra, no se encontró diferencias significativas (p = 0.1044).

Cuadro 2.
Análisis de varianza del porcentaje de severidad de Sigatoka negra en seis fincas plataneras del departamento de Rivas 2014

Si p=≤0.05 es significativo (∞=0.05), de lo contrario es no significativo. R² es el coeficiente de determinación. C.V: Coeficiente de variación; GL: Grados de libertad; P.V: Valor de la probabilidad.

Figura 2.
Área bajo la curva de progreso de la enfermedad (ABCPE) de Sigatoka negra en seis fincas plataneras de Rivas, 2014.

Comparación del porcentaje de incidencia de la pudrición acuosa (Erwinia sp.)

De manera general se observó que la incidencia de este agente causal reflejó un comportamiento similar en las seis fincas, se presentó en todos los meses de muestreo, los mayores porcentajes de incidencia se presentaron en los meses de febrero y agosto del 2014 con porcentaje de 50% en ambas fechas.

Ramírez et al. (2014) en su estudio manejo alternativo de la pudrición Acuosa del pseudotallo (Dickeya sp.) en Banano (Musa sp.). En Colombia, indican que los más altos porcentajes de incidencia del patógeno se muestran de la misma forma que en nuestro estudio.

Al mismo tiempo (Tripathi et al., 2009). En su investigación. Xanthomonas wilt. A threat to banana production in East and Central África, encontraron que la diseminación de esta bacteria es rápida y es eficientemente transmitida por contacto (herramientas del campo) produciendo pérdidas considerables. Se ha encontrado atacando indiscriminadamente todos los genotipos de bananos. Las fuentes de inóculo son los residuos de plantas enfermas, el suelo contaminado y describen el comportamiento de pudrición acuosa de manera idéntica que en este estudio.

El síntoma inicial de Erwinia que se observó en el campo consistió en lesiones acuosas, de color amarillento al comienzo y color oscuro al final, de olor fétido. Normalmente la enfermedad aparece en la mitad del pseudotallo y avanza hacia el centro y hacia abajo hasta llegar al cormo. Como consecuencia de la obstrucción de los tejidos, las hojas se van amarillando hasta secarse totalmente.

La enfermedad se transmite de una planta enferma a una sana principalmente durante el deshoje, por medio de herramientas usadas en labres de campo (Palencia et al., 2006).

Al realizar el análisis de varianza y separación de medias para comparar los promedios de incidencia se Erwinia, no se encontró diferencias significativas (P = 0.58) (Cuadro 3).

Figura 3.
Porcentaje de incidencia de Erwinia sp. En seis fincas plataneras del departamento de Rivas 2014

Cuadro 3.
Análisis de varianza del porcentaje de incidencia de Erwinia sp. En seis fincas plataneras del departamento de Rivas 2014

Si p=≤0.05 es significativo (∞=0.05), de lo contrario es no significativo. R² es el coeficiente de determinación. C.V: Coeficiente de variación; GL: Grados de libertad; P.V: Valor de la probabilidad.

Comparación del porcentaje de incidencia de Verticillium sp. O punta de cigarro en seis fincas plataneras del departamento de Rivas.

Se comparó y describió la incidencia de daño de Punta de cigarro en el cultivo del plátano. De manera general se observó que la incidencia de este agente causal reflejó un comportamiento similar en las seis fincas, se presentó en todos los meses de muestreo, sin embargo, los mayores porcentajes de incidencia se presentaron en los meses de enero y septiembre del 2014 con porcentaje de 7 y 11% respectivamente.

Cedeño y Carrero (1994) describen y reflejan en su estudio sobre incidencia de punta negra del plátano en Colombia, que el comportamiento de Verticillium todo el año y lo relacionan con la presencia de abejas negras del plátano como es Trigoma sp.

El inicio de la infección y el desarrollo de la punta de cigarro, están ligados a la alta humedad ambiental, razón por la cual, la enfermedad se observa durante la estación lluviosa, el patógeno penetra en frutos jóvenes a través de los restos de la flor que quedan adheridos a estos o bien a través de heridas ocasionadas por insectos como avispas o congos (Trigona sp) (Carcache, 2000).

Al realizar el análisis de varianza y separación de medias para comparar los promedios de incidencia se Punta de cigarro, no se encontró diferencias significativas (p= 0.18).

El fruto infectado presenta un ennegrecimiento inicial en la punta, la lesión se seca y al crecer el hongo sobre la parte muerta, esta última toma una forma idéntica a la ceniza de un cigarro, de ahí el nombre de la enfermedad. Para evitar la enfermedad deben eliminarse a mano los restos de la flor (pistilos) en los dedos que inician a formarse. Esto se conoce como des florillado. Un buen arreglo y distribución de las plantas en el terreno de manera que permita la entrada de aire y sol es muy importante para el manejo de la enfermedad, ya que de esta manera se elimina rápidamente cualquier exceso de humedad. Las aspersiones de fungicidas que se dan en el plátano para el control de la sigatoka, ayudan también a combatir esta enfermedad (Carcache, 2000).

Figura 4.
Porcentaje de incidencia de Verticillium sp. En seis fincas plataneras del departamento de Rivas 2014.

Cuadro 4.
Análisis de varianza del porcentaje de incidencia de Verticillium sp. En seis fincas plataneras del departamento de Rivas 2014.
Si p=≤0.05 es significativo (∞=0.05), de lo contrario es no significativo. R² es el coeficiente de determinación. C.V: Coeficiente de variación; GL: Grados de libertad; P.V: Valor de la probabilidad.

CONCLUSIONES

Se identificó a Mycosphaerella fijiensis, Erwinia sp. Y Verticillium sp. Como los principales agentes patógenos de enfermedades asociadas al cultivo del plátano en Rivas, Nicaragua.

Los meses de mayo a septiembre fue el periodo donde se encontró mayor presencia de incidencia, severidad y ABCPE de las enfermedades, comparados con los meses de enero a abril donde los porcentajes fueron menores.

Agradecimientos

Los autores de esta investigación agradecen a la Universidad Nacional Agraria (UNA), al Instituto de Protección y Sanidad Agropecuaria (IPSA) y al Departamento de Agricultura de los Estados Unidos (USDA) por la financiación económica de este estudio.

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Notas de autor